Аннотация
Целью настоящего исследования было проверить возможность идентификации проекций мшистых волокон гиппокампа с помощью окрашивания срезов мозга мышей антителами к белку клаудин-2. Материал и методы. Объектом исследования были 9 самцов нелинейных мышей. Серийные фронтальные срезы мозга были приготовлены при помощи криостата. Для идентификации проекций мшистых волокон гиппокампа срезы окрашивали иммуногистохимически (ИГХ) с помощью поликлональных антител к белку клаудин-2 и анализировали под флуоресцентным микроскопом. Полученные изображения были обработаны в программном обеспечении ZEN и ImageJ, после чего морфометрические показатели сравнивали с литературными данными по окрашиваю мшистых волокон антителами к транспортеру цинка ZNT3. Результаты. Полученные результаты свидетельствуют о том, что клаудин-2 может быть использован в качестве маркера мшистых волокон гиппокампа у мышей. Паттерн окрашивания, полученный с помощью антител к клаудину-2, повторяет паттерн, получаемый при окрашивании мшистых волокон по Тимму или с использованием антител к транспортеру цинка ZNT3: интенсивное окрашивание хилуса зубчатой извилины, с четким разделением инфра- и супрапирамидальных мшистых волокон, в том числе в области stratum lucidum. Общая площадь мшистых волокон дорсального гиппокампа, идентифицированных антителами к клаудину-2, статистически значимо не отличается от площади, измеренной при окрашивании на ZNT3. Заключение. ИГХ-окрашивание срезов мозга мышей на клаудин-2 может быть использовано в целях идентификации мшистых волокон гиппокампа.
Ключевые слова
Авторы и аффилиации
А. Исмаилова, К.В. Ичеткина, Е.А. Курилова, О.П. Тучина
ФГАОУ ВО «БФУ им. Иммануила Канта», Образовательно-научный кластер «Институт медицины и наук о жизни (МЕДБИО)», Высшая школа живых систем, Лаборатория Синтетической Биологии, Российская Федерация, 236041, Калининград, ул. Университетская д. 2
Литература
Amaral D.G., Scharfman H.E., Lavenex P. The dentate gyrus: fundamental neuroanatomical organization (dentate gyrus for dummies). Progress in brain research. 2007; 163, 3–790.
Tikiyani V., Babu K. Claudins in the brain: Unconventional functions in neurons. Traffic. 2019; 20: 807–14.
Venugopal S., Anwer S., Szászi K. Claudin-2: roles beyond permeability functions. Int. J. Mol. Sci. 2019; 20 (22): 5655.
Beggs M.R., Young K., Pan W., O’Neill D.D., Saurette M., Plain A., Rievaj J., Doschak M.R., Cordat E., Dimke H., Alexander R.T. Claudin-2 and claudin-12 form independent, complementary pores required to maintain calcium homeostasis. Proc Natl Acad Sci USA. 2021; 118 (48): e2111247118.
Tsukita S., Tanaka H., Tamura A. The claudins: from tight junctions to biological systems. Trends Biochem Sci. 2019; 44: 141–52.
Baek J.M., Cheon Y.H., Kwak S.C., Jun H.Y., Yoon K.H., Lee M.S., Kim J.Y. Claudin 11 regulates bone homeostasis via bidirectional EphB4-EphrinB2 signaling. Exp. Mol. Med. 2018; 50 (4): 1–18.
Baek J.M., Cheon Y.-H., Kwak S.C., Jun H.Y., Yoon K.-H., Lee M.S., et al. Claudin 11 regulates bone homeostasis via bidirectional EphB4-EphrinB2 signaling. Exp. Mol. Med. 2018; 50: 1–18.
Nguyen A.Q., Koeppen J., Woodruff S., Mina K., Figueroa Z., Ethell I.M. Astrocytic Ephrin-B1 controls synapse formation in the hippocampus during learning and memory. Front Synaptic Neurosci. 2020; 12: 10.
. Höltje M., Wolkowicz A., Brunk I., Baron J., Ahnert-Hilger G. Gαo1 and Gαo1/Gαo2 deletion differentially affect hippocampal mossy fiber tract anatomy and neuronal morphogenesis. J. Neurochem. 2024; 1–16.
. Bogdanovic M., Asraf H., Gottesman N., Sekler I., Aizenman E., Hershfinkel M. The ZIP3 zinc transporter is localized to mossy fiber terminals and is required for kainate-induced degeneration of CA3 neurons. J. Neurosci. 2022; 42 (13): 2824–34.
. Eom K., Hyun J.H., Lee D.-G., Kim S., Jeong H.-J., Kang J.-S., et al. Intracellular Zn Signaling Facilitates Mossy Fiber Input-Induced Heterosynaptic Potentiation of Direct Cortical Inputs in Hippocampal CA3 Pyramidal Cells. J. Neurosci. 2019; 39: 3812–31.
. Sullivan J.A., Zhang X.L., Sullivan A.P., Vose L.R., Moghadam A.A., Fried V.A., Stanton P.K. Zinc enhances hippocampal long-term potentiation at CA1 synapses through NR2B containing NMDA receptors. PLoS One. 2018; 13 (11): e0205907 Li Z., Liu Y., Wei R., Yong V.W., Xue M. The important role of zinc in neurological diseases. Biomolecules. 2022 13 (1): 28.
. Benarroch, E. What Are the Functions of Zinc in the Nervous System? Neurology. 2023; 101 (16): 714–20.
Yu A.S.L., Cheng M.H., Angelow S., Günzel D., Kanzawa S.A., Schneeberger E.E. et al. Molecular basis for cation selectivity in claudin-2-based paracellular pores: identification of an electrostatic interaction site. J. Gen Physiol. 2009; 133: 111–27.
. Lackey E.P., Sillitoe R.V. Eph/ephrin function contributes to the patterning of spinocerebellar mossy fibers into parasagittal zones. Front Syst Neurosci. 2020; 14: 7.