Аннотация
Целью обзора является анализ современных данных о железорегулирующих молекулах микроорганизмов, их синтезе, секреции, транспортных системах, обеспечивающих поступление железа внутрь клетки; роли этих молекул в формировании патологических процессов в организме человека, а также перспектив их использования для создания антимикробных средств нового поколения. Материал и методы. Проведен анализ опубликованных полнотекстовых статей в PubMed/Medline за 2021–2026 гг. В анализ были включены только полноценные статьи. Поиск термина «iron-regulating molecules of microorganisms» за указанный период выявил 78 статей. Из общего списка были исключены 43 статьи, не соответствующие целевой теме. Всего в анализ включены 34 публикаций из электронного поиска и 16 статей, найденные с помощью ручного поиска. Результаты. Железо – это минеральный элемент, необходимый практически всем формам жизни для нормального функционирования и патогенные микроорганизмы не являются исключением. Выступая в роли кофактора, ионы железа участвуют в различных биохимических процессах: синтезе нуклеиновых кислот и белков, регуляции экспрессии факторов вирулентности, метаболизме активных форм кислорода, поэтому его биодоступность имеет решающее значение для метаболизма бактерий и грибов. В организме человека уровень свободных ионов железа крайне низок, поскольку большая его часть находится либо в депонированном состоянии, либо в метаболических и транспортных молекулах. Однако несмотря на обилие железа в организме человека, его доступный для потенциальных возбудителей инфекции уровень незначителен. Для преодоления этого лимитирующего фактора многие микроорганизмы сформировали системы, позволяющие им существовать в условиях нехватки данного химического элемента в организме хозяина. Заключение. Основные функции железорегулирующих молекул заключаются в переводе железа, связанного с белками или водонерастворимыми соединениями, в доступную для микроорганизмов ионную форму. Потеря способности их синтезировать коррелирует с потерей вирулентности микроорганизмами.
Авторы и аффилиации
https://elibrary.ru/xcxfkq О.В. Бойко(1), А.А. Терентьев(2), А.А. Николаев(1), Д.М. Козак(1), Ю.А. Кривенцев(1), Р.А. Бисалиева(1),
Р.И. Мухамедзянова(1), А.Х. Ахминеева(3), М.П. Иванова(1), М.Ю. Медина(4), М.Ю. Кривенцев(1),
1-ФГБОУ ВО Астраханский ГМУ Министерства здравоохранения Российской Федерации,
Российская Федерация, 41400, Астрахань, ул. Бакинская, д. 121; 2-ФГАОУ ВО «Российский национальный
исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова» Министерства здравоохранения
Российской Федерации, Российская Федерация, 117997, Москва, ул. Островитянова, 1;
3-ФГБВОУ ВО Военно-медицинская академия им. С.М. Кирова Министерства обороны
Российской Федерации, Российская Федерация, 194044, Санкт-Петербург,
ул. Академика Лебедева, д. 6, лит. Ж; 4-Астраханская клиническая больница ФГБУЗ ЮОМЦ
ФМБА России, Российская Федерация, 414000 Астрахань, ул. Анатолия Сергеева, 13
Литература
. Bullen J.J., Spalding P.B., Ward C.G., Rogers H.J. The role of Eh, pH and iron in the bactericidal power of human plasma. FEMS Microbiol Lett. 1992; 73 (1–2): 47–52. DOI: 10.1016/0378-1097(92)90581-8
2. Wang D., Zhou J., Sun X., Niu X. The Essence of Nature Can be the Simplest (3) Holistic Energy: Extracellular Fenton Reactions of All Cells. Chem Biodivers. 2025. 22 (7): e202500942. DOI: 10.1002/cbdv.202500942
3. Moldogazieva N.T., Terentiev A.A., Mokhosoev I.M., Astakhov D.V. Redox chemistry of early Earth and the origin of life. Commun Chem. 2026; 9: 143. DOI: 10.1038/s42004-026-01969-w
4. Liu L., Wang W., Wu S., Gao H. Recent Advances in the Siderophore Biology of Shewanella. Front. Microbiol. 2022; 13: 823758. DOI: 10.3389/fmicb.2022.823758
5. Torres Salazar B.O., Heilbronner S., Peschel, A., Krismer, B. Secondary Metabolites Governing Microbiome Interaction of Staphylococcal Pathogens and Commensals. Microb. Physiol. 2021; 31: 198–216. DOI: 10.1159/000517082
6. Thomsen E., Wu G., Butler A. Coordination Chemistry of an Emerging Group of Diazeniumdiolate Siderophores: Crystal Structures of M(III)-Gramibactin (M= Fe and Ga). J. Am Chem Soc. 2025; 147 (39): 36007–15. DOI: 10.1021/jacs.5c13791
7. Endo S., Ozawa T., Inomata T., Masuda H. Microorganism Immobilization Device Using Artificial Siderophores. Yakugaku Zasshi. 2024; 144 (6): 643–50. DOI: 10.1248/yakushi.23-00197-3
8. Makris C., Carmichael J.R., Zhou H., Butler A. C-Diazeniumdiolate Graminine in the Siderophore Gramibactin Is Photoreactive and Originates from Arginine. ACS Chem Biol. 2022; 18, 17 (11): 3140–7. DOI: 10.1021/acschembio.2c00593
9. Challis G.L. A widely distributed bacterial pathway for siderophore biosynthesis independent of nonribosomal peptide synthetases. Chem. Bio. Chem. 2005; 6: 601–61. DOI: 10.1002/cbic.200400283
10. Carroll C.S., Moore M.M. Ironing out siderophore biosynthesis: A review of non-ribosomal peptide synthetase (NRPS)-independent siderophore synthetases. Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 2018; 53: 356–81. DOI: 10.1080/10409238.2018.1476449
11. Lee J.Y., Janes B.K., Passalacqua K.D., Pfleger B.F., Bergman N.H., Liu, H., Håkansson, K., Somu R.V., Aldrich C.C., Cendrowski S. Biosynthetic analysis of the petrobactin siderophore pathway from Bacillus anthracis. J. Bacteriol. 2007; 189: 1698–710. DOI: 10.1128/JB.01526-06
12. Butler A., Jelowicki A.M., Ogasawara H.A., Reitz Z.L., Stow P.R., Thomsen E. Mining elements of siderophore chirality encoded in microbial genomes. FEBS Lett. 2023; 597 (1): 134–40. DOI:10.1002/1873-3468.14539.
13. Friedman D.B., Stauff, D.L., Pishchany, G., Whitwell, C.W., Torres, V.J., Skaar E.P. Staphylococcus aureus Redirects Central Metabolism to Increase Iron Availability. PLoS Pathog. 2026; 2 (8): e87. DOI: 10.1371/journal.ppat.0020087
14. Speziali C.D., Dale S.E., Henderson J.A., Vinés E.D., Heinrichs D.E. Requirement of Staphylococcus aureus ATP-binding cassette-ATPase FhuC for iron-restricted growth and evidence that it functions with more than one iron transporter. J. Bacteriol. 2016; 188 (6): 2048–55. DOI: 10.1128/JB.188.6.2048-2055.2006
15. Kramer J., Özkaya O., Kümmerli R. Bacterial siderophores in community and host interactions. Nat. Rev. Microbiol. 2022; 18: 152–63. DOI: 10.1038/s41579-019-0284-4
16. van Dijk M.C., de Kruijff R.M., Hagedoorn P.L. The Role of Iron in Staphylococcus aureus Infection and Human Disease: A Metal Tug of War at the Host-Microbe Interface. Front Cell Dev Biol. 2022; 10: 857237. DOI: 10.3389/fcell.2022.857237
17. Ghssein G., Ezzeddine Z. The Key Element Role of Metallophores in the Pathogenicity and Virulence of Staphylococcus aureus: A Review. Biology (Basel). 2022; 11 (10): 1525. DOI: 10.3390/biology11101525
18. Rajapitamahuni S., Lyou E.S., Kang B.R., Lee T.K. Microbial interaction-induced siderophore dynamics lead to phenotypic differentiation of Staphylococcus aureus Front Cell Infect Microbiol. 2023; 17: 13: 1277176. DOI: 10.3389/fcimb.2023.1277176
19. Courcol R.J., Trivier D., Bissinger M.C., Martin G.R., Brown M.R. Siderophore production by Staphylococcus aureus and identification of iron-regulated proteins. Infect Immun. 1997; 65 (5): 1944–8. DOI: 10.1128/iai.65.5.1944-1948.1997
20. Patel H., Rawat S. A genetic regulatory see-saw of biofilm and virulence in MRSA pathogenesis. Front Microbiol. 2023; 14: 1204428. DOI: 10.3389/fmicb.2023.1204428
21. Pecoraro L., Wang X., Shah D., Song X., Kumar V., Shakoor A., Tripathi K., Ramteke P.W., Rani R. Biosynthesis Pathways, Transport Mechanisms and Biotechnological Applications of Fungal Siderophores. J. Fungi (Basel). 2021; 8 (1): 21. DOI: 10.3390/jof8010021
22. Wang M., Li H. J Agric Structure, Function, and Biosynthesis of Siderophores Produced by Streptomyces Species. Food Chem. 2025; 73 (8): 4425–39. DOI: 10.1021/acs.jafc.4c08231
23. Howard D.H., Rafie R., Tiwari A., Faull K.F. Hydroxamate siderophores of Histoplasma capsulatum. Infect Immun. 2000; 68 (4): 2338–43. DOI: 10.1128/IAI.68.4.2338-2343.2000.
24. Bailey D.C., Drake E.J., Grant T.D., Gulick A.M. Structural and Functional Characterization of Aerobactin Synthetase IucA from a Hypervirulent Pathotype of Klebsiella pneumonia. Biochemistry. 2016; 28, 55 (25): 3559–70. DOI: 0.1021/acs.biochem.6b00409
25. Perraud Q., Cantero P., Roche B., Gasser V., Normant V.P., Kuhn L., Hammann P., Mislin G.L.A., Ehret-Sabatier L., Schalk I.J. Phenotypic Adaption of Pseudomonas aeruginosa by Hacking Siderophores Produced by Other Microorganisms. Mol. Cell. Proteomics. 2020; 19 (4): 589–607. DOI: 10.1074/mcp.RA119.001829
26. Cunrath O., Graulier G., Carballido-Lopez A., Pérard J., Forster A., Geoffroy V.A., Saint Auguste P., Bumann D., Mislin G.L.A., Michaud-Soret I., Schalk I.J., Fechter P. The pathogen Pseudomonas aeruginosa optimizes the production of the siderophore pyochelin upon environmental challenges. Metallomics. 2020; 23; 12 (12): 2108–20. DOI: 10.1039/d0mt00029a
27. Schalk I.J., Perraud Q. Pseudomonas aeruginosa and its multiple strategies to access iron. Environ Microbiol. 2023; 25 (4): 811–31. DOI: 10.1111/1462-2920.16328
28. Guo D., Sheng Y., Baars O., Duckworth O.W., Chen P., Zhu Z., Zhang X., Chukwuma E., Gooden D.M., Verbrugge J., Dong H. Contrasting Effects of Catecholate and Hydroxamate Siderophores on Molybdenite Dissolution. Environ Sci Technol. 2025; 14, 59 (1): 533–44. DOI: 10.1021/acs.est.4c11212
29. Sebulsky M.T, Heinrichs D. E Identification and characterization of fhuD1 and fhuD2, two genes involved in iron-hydroxamate uptake in Staphylococcus aureus. J. Bacteriol. 2001; 183 (17): 4994–5000. DOI: 10.1128/JB.183.17.4994-5000.2001
30. Beasley Federico C., Marolda Cristina L., Cheung Johnson, Buac Suzana, Heinrichs David E Staphylococcus aureus transporters Hts, Sir, and Sst capture iron liberated from human transferrin by Staphyloferrin A, Staphyloferrin B, and catecholamine stress hormones, respectively, and contribute to virulence. Infect Immun. 2011; 79 (6): 2345–55. DOI: 10.1128/IAI.00117-11
31. Davidov Y., Tejman-Yarden N., Robinson A., Rahav G., Nissan I. Enterobactin and salmochelin S4 inhibit the growth of Staphylococcus aureus. Front Cell Infect Microbiol. 2025; 15: 1456046. DOI: 10.3389/fcimb.2025.1456046
32. Hoffmann K.M., Kingsbury J.S., March N.L., Jang Y., Nguyen J.H., Hutt M.M. Chemoenzymatic Synthesis of Select Intermediates and Natural Products of the Desferrioxamine E Siderophore Pathway. Molecules. 2022; 27 (19): 6144. DOI: 10.3390/molecules27196144.
33. Ochiai E., Kawabe T., Shionyu M., Hasegawa M. Molecular Structure and Biosynthesis of Pyoverdines Produced by Pseudomonas fulva. Microorganisms. 2025; 17, 13 (6): 1409. DOI: 10.3390/microorganisms13061409
34. Yang C., Wang L., Lv J., Wen Y., Gao Q., Qian F., Tian X., Zhu J., Zhu Z., Chen L., Du H. Effects of different carbapenemase and siderophore production on cefiderocol susceptibility in Klebsiella pneumoniae. Antimicrob Agents Chemother. 2024; 5, 68 (12): e0101924. DOI: 10.1128/aac.01019-24
35. Khasheii B., Mahmoodi P., Mohammadzadeh A. Siderophores: Importance in bacterial pathogenesis and applications in medicine and industry. Microbiol Res. 2021; 250: 126790. DOI: 10.1016/j.micres.2021.126790
36. Boiko O., Mukhamedzyanova R., Dotsenko Yu., Ramaeva A., Akhadov S., Zaporozhets N., Dmitrieva V., Karimov I. Synthesis of protein that is immunochemically similar to human lactoferrin by Klebsiella pneumonia. Archiv – Euromedika. 2022; 12 (2): 38–41. DOI: 10.35630/2199-885X/2022/12/2.8
37. Mathlouthi N.E.H., Kriaa A., Keskes L.A., Rhimi M., Gdoura R. Virulence Factors in Colorectal Cancer Metagenomes and Association of Microbial Siderophores with Advanced Stages. Microorganisms. 2022; 30, 10 (12): 2365. DOI: 10.3390/microorganisms10122365.